Isolering och identifiering av anaeroba bakterier

Isolering och identifiering av anaeroba bakterier är ett test för separering och identifiering av bakterier med hög syrekänslighet. Eftersom anaeroba mikroorganismer är spridda i naturen och har en stor variation, har deras fysiologiska funktioner fått ökad uppmärksamhet. Obligatoriska anaeroba bakterier är mycket känsliga för syre, varför nyckeln till deras separering, kultur och genomförbara räkning är att ge en kulturmiljö fri från syre och låg redoxpotential. Grundläggande information Specialistklassificering: klassificering av tillväxt och utveckling: biokemisk undersökning Tillämpligt kön: om män och kvinnor tillämpar fasta: fasta Tips: Om kolonin är för liten, använd ett förstoringsglas för att observera kolonierna. Normalt värde Florans typ och andel av kroppen är normal och människokroppen är i ett tillstånd av dynamisk balans och hälsa. Klinisk betydelse Hengate anaerob rullande rörteknologi, Hengate anaerob rullande rörteknologi är en anaerob kulturteknologi som föreslogs först av den amerikanska mikrobiologen Hengate 1950 och tillämpades på anaerob mikroorganismforskning. Onormala resultat: speciella sjukdomar orsakade av Clostridium anaerobics såsom gas gangrene, stivkramp, botulism, etc. Personer som behöver undersökas: patienter med diabetes, allvarlig leversjukdom, skrump, uremi, hemorrojdsår, benben, botulism och andra symtom. försiktighetsåtgärder Vid processen med separering och identifiering av anaeroba bakterier bör följande frågor noteras: (1) Anaeroba prover måste isoleras från luften under insamling och transport och måste vara färdiga inom 30 minuter, samtidigt som kontaminering av normal flora undviks. (2) Mediet bör vara nyberedd. Om det förvaras för länge löses syre på ytan eller peroxid är i mediet, vilket inte bidrar till tillväxten av anaeroba bakterier. (3) Om kolonin är för liten bör kolonin observeras med ett förstoringsglas. (4) För att utföra ett syretoleranstest krävs det att plocka 4 till 5 kolonier med olika egenskaper från varje agarplatta, ympa aeroba och anaeroba blodagarplattor och placera dem i aeroba, koldioxid- och anaeroba miljöer. (5) Om du identifierar extracellulärt enzym måste du ha tillräcklig bakteriekoncentration. Inspektionsprocess separat (1) nummer Ta fem sterila vattenrör och markera dem med en markör för att indikera 10-1, 10-2, ... 10-5. (2) utspädning Använd en steril spruta för att dra 1 ml av ett välblandat vätskeprov i en icke-syreateril ultra-ren anaerob handskbox, tillsätt den till ett anaerobt provrör som innehåller förreducerad fysiologisk saltlösning och blanda det jämnt med en oscillator. Gör en 10-1 utspädning. En 1 ml 10-1 utspädning pipetterades i ett separat anaerobt rör innehållande 9 ml fysiologisk saltlösning med användning av en steril spruta för att göra en 10-2 utspädning. Späddes seriellt med 10 gånger till 10-6 för att göra olika provspädningar. Rörantalet väljs vanligtvis med tre utspädningar av 10-4, 10-5 och 10-6. (3) Rullsseparation 1) Rullrör Det anaeroba sterila agarmediet löstes i ett kokande vattenbad, placerades i ett vattenbad vid en konstant temperatur av 46-50 ° C och användes, och när mediet togs ut från flaskan uppblåstes det med N2 i mediet. Blås sedan upp med N2 i provröret, ta bort all luften inuti röret, tillsätt sedan mediet i röret och koppla omedelbart proppen. När proppen sätts in i röret dras upp nålen i tid. Pipettera 0,1 ml av var och en av 10-4, 10-5 och 10-6 utspädningar i ett provrör som ska användas, och placera det sedan platt på en porslinskylt som innehåller isvatten och rulla snabbt. Den solubiliserade agaren bildar ett stelnat skikt omedelbart på provrörets innervägg. 2) Separation och rening De resulterande kolonierna måste plockas och undersökas med avseende på deras morfologi och renhet. Om en ren kultur inte har erhållits, späd ut röret igen och välj kolon igen tills en ren kultur erhålls. De enstaka kolonierna som ska plockas observeras preliminärt under ett förstoringsglas och markeras. Det mediumröret fixeras sedan till en lämplig hållare, och provrörets gummipropp öppnas, och en gasfylld kvävenål med ett korrekt luftflöde och en flammedödad bakterie införs snabbt i röret. Samtidigt avlägsnas ytterligare ett flytande anaerobt rör från gummipluggen och sätts in i en annan steriliserad ventilationsnål. För försiktigt in de förberedda armbågens kapillärer i det fasta mediet, identifiera kolonierna som ska plockas, sug försiktigt bort dem, överför dem till ett vätskeprovrör och stoppar. Kulturen odlades vid 37 ° C i 24 timmar eller längre eller efter att grumligheten i odlingslösningen hade kontrollerats och renheten för den isolerade kulturen undersöktes. 3) Streckavskiljning Den ena änden av provrörets gummipropp bränns på lågan, och gassugnålen används för att koppla munstycket. Innan nålen snabbt tas bort, ventileras luften i 15-20 s, och den ena änden av röret bränns en stund på lågan. Dra åt rörpluggen, så att det spiralformade röret resas upp och isoleras. Använd CO2: H2 = 80: 20. Eftersom CO2 är tyngre än luft kommer rörpluggen inte att ha luftrester efter öppning. Skriberöret kan odlas vid 34-37 grader för att växa kolonier. Identifiering av stammar 1 sockerfermentationstest Sockerfermenteringsförsök är de mest använda biokemiska reaktionerna och är särskilt viktiga för identifiering av tarmbakterier. De flesta bakterier kan använda socker som kolkälla och energikälla, men de har stora skillnader i deras förmåga att bryta ned socker. Vissa bakterier kan bryta ner socker och producera syra (som mjölksyra, ättiksyra, propionsyra etc.) och gas (som t.ex. Väte, metan, koldioxid osv. Vissa bakterier producerar endast syra och producerar inte gas. Till exempel kan Escherichia coli sönderdelas laktos och glukos för att producera syra och producera gas; Salmonella typhimurium kan sönderdelas glukos för att producera syra och inte producera gas, och kan inte sönderdela laktos; vanligt Proteus sönderdelar glukos för att producera syra och producerar gas, som inte kan sönderdela laktos. Produktionen av syra kan bestämmas med hjälp av en indikator. Bromokresol-lila [pH 5,2 (gul) - 6,8 (lila)] tillsattes i förväg när mediet bereddes, och när syran framställdes genom fermentering ändrades mediet från lila till gult. Genereringen av gas kan bevisas av närvaron eller frånvaron av bubblor i det inverterade Dehan-röret i jäsningsröret. Specifika experimentella steg: 1 Bakterievätskan späds ut på lämpligt sätt, och sedan i en steril miljö, injiceras en viss mängd av den utspädda lösningen i det biokemiska identifieringsröret och förseglas med en steril tätningsfilm. 2 Sätt in det inokulerade identifieringsröret i en anaerob tank och placera den i en 37 ° C konstant temperaturinkubator med tillräckligt kväve. Färgförändringen och gasproduktionen för varje rör observerades efter 324 timmar. 2 proteinnedbrytningsexperiment 1 Bakterievätskan späds ut på lämpligt sätt, och sedan i en steril miljö, injiceras en viss mängd av den utspädda lösningen i det biokemiska identifieringsröret och förseglas med en steril tätningsfilm. 2 Sätt in det inokulerade identifieringsröret i en anaerob tank och placera den i en 37 ° C konstant temperaturinkubator med tillräckligt kväve. Efter 324 timmar underkastades rören Mirren-reaktionen, hydrazinreaktionen, den gula reaktionen respektive munvattenreaktionen. 3-stärkelsehydrolysexperiment 1 Bakterievätskan späds ut på lämpligt sätt, och sedan i en steril miljö, injiceras en viss mängd av den utspädda lösningen i det biokemiska identifieringsröret och förseglas med en steril tätningsfilm. 2 Sätt in det inokulerade identifieringsröret i en anaerob tank och placera den i en 37 ° C konstant temperaturinkubator med tillräckligt kväve. Efter 324 timmar tillsattes en lämplig mängd av Lugols jodlösning till varje rör för att observera hydrolysen av stärkelsen. Inte lämplig för publiken Ingen relevant information. Biverkningar och risker Inga relaterade komplikationer och faror har hittats.