Isolering og identifikation af anaerobe bakterier

Isolering og identifikation af anaerobe bakterier er en test for adskillelse og identifikation af bakterier med høj iltfølsomhed. Da anaerobe mikroorganismer er vidt distribueret i naturen og har en bred vifte, har deres fysiologiske funktioner fået øget opmærksomhed. Forpligtede anaerobe bakterier er meget følsomme over for ilt, hvorfor nøglen til deres adskillelse, kultur og levedygtigt antal er at tilvejebringe et kulturmiljø uden ilt og lavt redoxpotentiale. Grundlæggende information Specialistklassificering: vækst og udviklingskontrolklassificering: biokemisk undersøgelse Gældende køn: om mænd og kvinder anvender faste: faste Tip: Hvis kolonien er for lille, skal du bruge et forstørrelsesglas til at observere kolonierne. Normal værdi Floraens type og andel i kroppen er normal, og den menneskelige krop er i en tilstand af dynamisk balance og sundhed. Klinisk betydning Hengate anaerob valserørsteknologi, Hengate anaerob valserørsteknologi er en anaerob kulturteknologi, der først blev foreslået af den amerikanske mikrobiolog Hengate i 1950 og anvendt til anomerob mikroorganismeforskning. Unormale resultater: specielle sygdomme forårsaget af Clostridium anaerobe stoffer som gas-koldbrændstof, stivkrampe, botulisme osv. Mennesker, der skal undersøges: patienter med diabetes, alvorlig leversygdom, skrumplever, uræmi, hæmorroider, ulcus i lemmer, botulisme og andre symptomer. Forholdsregler I processen med adskillelse og identifikation af anaerobe bakterier skal følgende forhold bemærkes: (1) Anaerobe prøver skal isoleres fra luften under opsamling og transport og skal være afsluttet inden for 30 minutter, samtidig med at man undgår kontaminering af normal flora. (2) Mediet skal frisk fremstilles. Hvis det opbevares for længe, ​​opløses ilt på overfladen, eller peroxid er i mediet, hvilket ikke er til gavn for væksten af ​​anaerobe bakterier. (3) Hvis kolonien er for lille, skal kolonien observeres med et forstørrelsesglas. (4) For at udføre en ilttolerancetest er det påkrævet at vælge 4 til 5 kolonier med forskellige træk fra hver agarplade, inokulere aerobe og anaerobe blodagarplader og placere dem i aerobe, kuldioxid og anaerobe miljøer. (5) Hvis du foretager ekstracellulær enzymidentifikation, skal du have en tilstrækkelig bakteriekoncentration. Inspektionsproces separat (1) nummer Tag fem sterile vandrør, og marker dem med en markør for at indikere 10-1, 10-2, ... 10-5. (2) fortynding I en steril, ultra-ren, anaerob handskekasse, der ikke er anvendt ilt, skal du bruge en steril sprøjte til at trække 1 ml af en godt blandet væskeprøve, tilføje den til et anaerobt reagensglas, der indeholder forreduceret fysiologisk saltvand, og bland det jævnt med en oscillator. Lav en 10-1 fortynding. En fortynding på 1 ml 10-1 blev pipetteret i et separat anaerobt rør indeholdende 9 ml fysiologisk saltvand under anvendelse af en steril sprøjte til fremstilling af en 10-2 fortynding. Fortyndes serielt med 10 gange til 10-6 for at fremstille forskellige prøvefortyndinger. Røroptællingen vælges sædvanligvis ved tre fortyndinger på 10-4, 10-5 og 10-6. (3) Valseudskillelse 1) Rulningsrør Det anaerobe sterile agarmedium blev opløst i et kogende vandbad, anbragt i et vandbad ved en konstant temperatur på 46-50 ° C og anvendt, og når mediet blev taget ud af flasken, blev det oppustet med N2 i mediet. Blæses derefter op med N2 i reagensglasset, fjern al luft inde i røret, tilsæt derefter mediet til røret og sæt straks proppen. Når proppen sættes i røret, trækkes oppustningsnålen ud i tide. Pipetter 0,1 ml af hver af 10-4, 10-5 og 10-6 fortyndinger i et reagensglas, der skal anvendes, og anbring det derefter fladt på en porcelænsplade indeholdende isvand og rull hurtigt. Den solubiliserede agar danner straks et størknet lag på reagensglasets indvendige væg. 2) Adskillelse og oprensning De resulterende kolonier skal plukkes og undersøges for deres morfologi og renhed. Hvis der ikke er opnået en ren kultur, fortynd røret igen og vælg tyktarmen igen, indtil der opnås en ren kultur. De enkelte kolonier, der skal plukkes, observeres foreløbigt under et forstørrelsesglas og markeres. Det mellemstore reagensglas fastgøres derefter til en passende holder, og reagensglassens gummiprop åbnes, og en gasfyldt nitrogennål, der har en ordentlig luftstrøm og en flammedræbt bakterie indsættes hurtigt i røret. Samtidig fjernes et andet flydende anaerobt rør fra gummiproppen og indsættes i en anden steriliseret udluftningsnål. Indsæt forsigtigt de forberedte albue-kapillærer i det faste medium, identificer de kolonier, der skal plukkes, aspirér dem forsigtigt, overfør dem til et flydende reagensglas og prop. Kulturen blev dyrket ved 37 ° C i 24 timer eller længere eller efter at turbiditeten af ​​kulturopløsningen var kontrolleret, og renheden af ​​den isolerede kultur blev undersøgt. 3) Dash-adskillelse Den ene ende af reagensglassens gummiprop brændes på flammen, og gassugnålen bruges til at sætte dysen i. Før nålen hurtigt fjernes, ventileres luften i 15-20 s, og den ene ende af røret brændes et stykke tid på flammen. Spænd rørstikket, og det opviklede rør rejses og isoleres Brug CO2: H2 = 80: 20. Da CO2 er tungere end luft, vil rørstikket ikke have luftrester efter åbning. Skriberingsrøret kan dyrkes ved 34-37 grader for at vokse kolonier. Identifikation af stammer 1 sukkerfermenteringstest Sukkerfermenteringsforsøg er de mest almindeligt anvendte biokemiske reaktioner og er især vigtige til identifikation af tarmbakterier. De fleste bakterier kan bruge sukker som en kulstofkilde og energikilde, men de har store forskelle i deres evne til at nedbryde sukker. Nogle bakterier kan nedbryde sukker og producere syre (såsom mælkesyre, eddikesyre, propionsyre osv.) Og gas (som f.eks. Hydrogen, metan, kuldioxid osv.; Nogle bakterier producerer kun syre og producerer ikke gas. F.eks. Kan Escherichia coli nedbrydes lactose og glukose for at producere syre og producere gas; Salmonella typhimurium kan nedbrydes glukose til at producere syre og ikke producere gas og kan ikke nedbrydes lactose; almindelig protein nedbrydes glukose til at producere syre og producerer gas, som ikke kan nedbrydes laktose. Produktionen af ​​syre kan bestemmes ved hjælp af en indikator. Bromocresol-lilla [pH 5,2 (gul) - 6,8 (lilla)] blev tilsat på forhånd, når mediet blev fremstillet, og når syren blev produceret ved gæring, blev mediet skiftet fra lilla til gult. Genereringen af ​​gas kan bevises ved tilstedeværelsen eller fraværet af bobler i det inverterede Dehan-rør i fermenteringsrøret. Specifikke eksperimentelle trin: 1 Bakterievæsken fortyndes passende, og derefter injiceres en vis mængde af den fortyndede opløsning i et sterilt miljø i det biokemiske identifikationsrør og forsegles med en steril forseglingsfilm. 2 Læg det inokulerede identifikationsrør i en anaerob tank, og anbring det i en 37 ° C konstant temperatur inkubator med tilstrækkelig nitrogen. Farveændringen og gasproduktionen af ​​hvert rør blev observeret efter 324 timer. 2 proteinnedbrydningseksperiment 1 Bakterievæsken fortyndes passende, og derefter injiceres en vis mængde af den fortyndede opløsning i et sterilt miljø i det biokemiske identifikationsrør og forsegles med en steril forseglingsfilm. 2 Læg det inokulerede identifikationsrør i en anaerob tank, og anbring det i en 37 ° C konstant temperatur inkubator med tilstrækkelig nitrogen. Efter 324 timer blev rørene udsat for henholdsvis Mirren-reaktionen, hydrazinreaktionen, den gule reaktion og mundskylreaktionen. 3-stivelseshydrolyseeksperiment 1 Bakterievæsken fortyndes passende, og derefter injiceres en vis mængde af den fortyndede opløsning i et sterilt miljø i det biokemiske identifikationsrør og forsegles med en steril forseglingsfilm. 2 Læg det inokulerede identifikationsrør i en anaerob tank, og anbring det i en 37 ° C konstant temperatur inkubator med tilstrækkelig nitrogen. Efter 324 timer blev en passende mængde af Lugols iodopløsning tilsat til hvert rør for at observere hydrolyse af stivelsen. Ikke egnet til mængden Ingen relevante oplysninger. Bivirkninger og risici Ingen relaterede komplikationer og farer er fundet.